Combinaison de micro SPE et ePrep pour l’analyse des pesticides à l’état de traces dans l’eau de rivière sans standards de substitution
Publication n° 96-10012 Rév 02
INTRODUCTION
La simplicité, la précision et l’exactitude des cartouches micro SPE d’ePrep, combinées à la station de préparation d’échantillons ePrep, permettent de rendre les processus de préparation d’échantillons plus faciles, rapides et reproductibles.
En général, un standard de substitution est ajouté à l’échantillon au début de la procédure de préparation afin de compenser les pertes ou la dégradation des analytes. Cela est particulièrement important pour les analytes ayant une solubilité limitée, une stabilité réduite et des interactions inconnues avec les solvants utilisés pendant la préparation.
Dans ce travail, nous proposons une nouvelle méthode pour éviter les pertes d’échantillons, en particulier pour les composés nouveaux ou émergents pour lesquels les standards de substitution ou les composés deutérés ne sont pas disponibles.
Si les standards et les échantillons suivent des procédures de préparation identiques, y compris l’extraction en phase solide (SPE), les taux de récupération peuvent être déterminés avec précision pour l’analyse, éliminant ainsi le besoin de standards de substitution. Cependant, pour cela, les techniques SPE doivent être robustes, précises et reproductibles.
Les cartouches micro SPE μSPEed offrent ce niveau de performance grâce à leur efficacité d’extraction élevée.
Cette note d’application décrit une méthode micro SPE pour la détermination précise des pesticides organochlorés dans l’eau de rivière, sans recours à des standards deutérés coûteux et difficiles à obtenir. Des analyses sont réalisées sur de l’eau pure enrichie, de l’eau de rivière et des standards/échantillons à des concentration de l’ordre du ppt.
OBJECTIF
L’objectif de ce travail est de développer un flux de préparation d’échantillons pour l’analyse des pesticides organochlorés à l’état de traces dans l’eau de rivière sédimentaire, en l’absence de standards de substitution ou deutérés.
La méthode inclut plusieurs étapes telles que la préparation des standards pour l’étalonnage de l’instrument, les standards d’étalonnage micro SPE, les blancs, les blancs enrichis et l’eau de rivière sédimentaire afin d’assurer et de valider la précision et la reproductibilité de la méthode.
PROCÉDURE
Manipulation automatisée des liquides
À l’aide d’une méthode entièrement automatisée sur la station ePrep, une courbe d’étalonnage à 6 points (0, 10, 20, 30, 40 et 50 ppb) a été préparée, ainsi que des standards de contrôle et des échantillons d’eau de rivière sédimentaire enrichis/non enrichis pour analyse.
Toutes les hauteurs de distribution ont été réglées à 25 mm pour éviter la formation de gouttelettes. Vitesse d’aspiration : 2000 μL/min ; vitesse de distribution : 100 μL/min.
Flux d’extraction micro SPE
Les échantillons aqueux ont été chargés sur des cartouches μSPEed, C18RPS-3μm/120Å (ePrep), lavés à l’eau ultrapure puis élués avec 50-100 μL d’IPA. Les étapes de conditionnement et d’équilibrage ont été effectuées à un débit de 200 μL/min, toutes les autres étapes à 60 μL/min. Le flux opérationnel est décrit ci-contre.
Les taux de récupération ont été déterminés en chargeant 10 cartouches avec des échantillons d’eau à 25 ppb puis en les éluant. Le même traitement SPE a été appliqué aux échantillons enrichis et non enrichis.
Chromatographie
- Colonne : DB-5MS UI Longueur : 25 m Diamètre : 0,25 mm Film : 0,25 μm
- Débit de split : 50 mL/min
- Temps splitless : 1,00 min
- Purgeflow : 5 mL/min
- Gradient de température : montée de 25 °C/min jusqu’à 9 min, puis 9 °C/min jusqu’à 25 min, maintien pendant 5 min
- Température ligne de transfert MS : 270 °C
- Température source ionique : 280 °C
- Plage de balayage : 50 - 500
- Volume d’injection : 1 μL
Détection :
RÉSULTATS
Étalonnage de l’instrument
Une solution standard à 50 ppb contenant vingt pesticides différents a été utilisée pour l’étalonnage. Chaque composé a été identifié à partir de 3 ions majeurs et comparé aux spectres de référence de la bibliothèque. La quantification s’est basée sur l’abondance de l’ion le plus courant.
La figure ci-dessous montre un chromatogramme représentatif avec les composés identifiés et un exemple de séparation à une concentration de 50 ppb.
Figure 4 : Identification des standards pesticides à 50ppb par GC-MS
La précision instrumentale a été déterminée par 7 injections consécutives du standard de contrôle et la justesse par la linéarité de la courbe d’étalonnage.
Les résultats sont résumés dans le tableau 1 et des exemples de courbes d’étalonnage pour 2 composés (époxyde d’heptachlore et b-BHC) sont présentés en figure 2.
Tableau 1 : Reproductibilité pour les 20 composés cibles analysés par 7 injections en GC-MS
(R² et %RSD fournis dans le texte original)
Figure 5 : Courbe de calibration de 2 standards de pesticides analysés par GC-MS
Validation SPE
La validation du processus SPE a été réalisée par comparaison de 2 courbes d’étalonnage : méthode externe et après SPE. Les résultats montrent que le processus SPE reste précis et reproductible pour la quantification.
Tableau 2 : Résultats d’étalonnage et de rendement après SPE
Le rendement a été étudié en déterminant un standard enrichi dans un échantillon d’eau ultrapure (50 ppb pour chaque pesticide) ; la plage de récupération était de 86 à 103 %, démontrant que cette méthode SPE offre une bonne sélectivité et une adéquation pour l’analyse des pesticides dans les échantillons d’eau.
Figure 6 : Taux de récupération moyens de 4 étalons dilués dans de l’eau ultrapure, chacun chargé sur une cartouche μSPEed et analysé par GC-MS.
Concentration à l’état de traces :
L’identification des composés pesticides dans des échantillons d’eau à des niveaux significativement plus faibles a également été testée. Un facteur de concentration de 10 fois (1 x 500 μL de chargement et 50 μL d’élution) a été utilisé pour détecter des échantillons enrichis à 1 ppb de pesticides, et un autre échantillon a été enrichi à 100 ppt de pesticides et concentré 100 fois (10 x 500 μL soit 5 mL de chargement et 50 μL d’élution) par rapport à sa concentration initiale.
Les figures 7 et 8 montrent la séparation chromatographique des 19 composés cibles à des niveaux de 1 ppb et 100 ppt dans deux échantillons d’eau, respectivement. La mise en œuvre de plusieurs cycles de chargement et d’élution peut augmenter l’efficacité de la concentration et permettre une détection fiable dans la plage des ppt.
Tableau 3 : Récupération des pesticides à partir d’échantillons concentrés dilués à 1 ppb et 100 ppt dans des échantillons d’eau et analysés par GC-MS
Composé
|
% Récupération (concentration x10)
|
% Récupération (concentration x100)
|
d-BHC
|
113
|
94
|
b-BHC
|
130
|
111
|
a-BHC
|
119
|
102
|
g-BHC
|
105
|
91
|
Hetachlor
|
58
|
41
|
Aldrin
|
49
|
34
|
Heptachlor époxyde
|
64
|
44
|
A-chlordane
|
53
|
34
|
g-Chlordane
|
53
|
36
|
4-4' DDE
|
58
|
51
|
Dieldrin
|
53
|
32
|
Endrin
|
62
|
48
|
Endosulfan I & II
|
69
|
53
|
4-4' DDD
|
54
|
42
|
Aldéhyde d’endrine
|
81
|
64
|
Endosulfan sulfate
|
91
|
76
|
4-4' DDT
|
57
|
—
|
Endrine cétone
|
86
|
72
|
Méthoxychlor
|
66
|
58
|
Figure 7 : Chromatogramme d’un échantillon d’eau à 1 ppb concentré x10 (500 μL chargement pour 50 μL élution) à 10 ppb analysé par GC-MS
Figure 8 : Chromatogramme d’un échantillon d’eau à 100 ppt concentré x100 (10 x 500 μL chargement pour 50 μL élution) à 10 ppb analysé par GC-MS
Application de la méthodologie développée à un échantillon d’eau de rivière sédimentaire
Un échantillon d’eau de rivière sédimentaire (figure 9) a été utilisé non filtré et non traité lorsqu’il a été passé à travers des cartouches μSPEed C18 pour piéger les pesticides. La figure 10 montre les dépôts sédimentaires laissés dans la cartouche μSPEed après le chargement et l’élution des pesticides, démontrant que la méthode SPE peut être utilisée sans filtration préalable avant le piégeage et le nettoyage.
Cette méthode a été testée sur des échantillons d’eau de rivière fortement chargés en sédiments. Ces échantillons n’ont subi aucune autre procédure de nettoyage que la méthode SPE. Le chromatogramme obtenu (figure 11) ne montre aucune interférence provenant des composants humiques/sédimentaires lors de l’analyse GC/MS de l’élution μSPEed des pesticides.
Les taux de récupération des 20 composés enrichis (voir tableau 4) sont plus faibles dans l’eau de rivière sédimentaire que dans un échantillon d’eau propre, en raison d’une adsorption supposée des composants sédimentaires dans les cartouches μSPE.
Tableau 4 : Récupérations moyennes des échantillons d’eau de rivière sédimentaire dopés
Composé
|
% Récupération
|
d-BHC
|
72
|
b-BHC
|
71
|
a-BHC
|
97
|
g-BHC
|
72
|
Hetachlor
|
69
|
Aldrin
|
75
|
Heptachlor époxyde
|
68
|
A-chlordane
|
71
|
g-Chlordane
|
66
|
4-4' DDE
|
72
|
Dieldrin
|
70
|
Endrin
|
74
|
Endosulfan I & II
|
73
|
4-4' DDD
|
69
|
Aldéhyde d’endrine
|
77
|
Sulfate d’endosulfan
|
75
|
4-4' DDT
|
76
|
Cétone d’endrine
|
77
|
Méthoxychlor
|
74
|
Figure 11 : Chromatogramme d’un échantillon d’eau de rivière sédimentaire enrichi (EIC)
CONCLUSION
Les cartouches micro SPE peuvent concentrer de grands volumes d’échantillons et éluer avec des volumes minimaux, ce qui entraîne des facteurs de concentration substantiels pour l’analyse à l’état de traces. De plus, les adsorbants à particules de 3 μm des μSPEed permettent une technique de préparation « tout-en-un » en nettoyant et concentrant l’échantillon pour le rendre prêt pour la chromatographie, sans nécessiter de filtration, centrifugation ou évaporation supplémentaires.
Cette application montre que des facteurs de concentration supérieurs à 100 sont possibles avec les cartouches μSPEed, permettant d’atteindre des limites de détection dans la gamme des ppt.
En automatisant les cartouches μSPEed sur la station ePrep, les courbes d’étalonnage, les échantillons et les échantillons enrichis peuvent être facilement préparés en un seul lot. En introduisant une courbe d’étalonnage enrichie dans la matrice d’intérêt et en suivant toute la procédure de préparation, il est possible d’étalonner efficacement la détection pour tenir compte des effets que la matrice peut introduire.
Cette note d’application montre également que les cartouches μSPEed peut offrir une stratégie alternative pour quantifier des analytes lorsque les standards de substitution ou deutérés ne sont pas disponibles. Les standards d’étalonnage sont préparés par micro SPE avant la création de la courbe d’étalonnage et peuvent être appliqués à la détection de la liste croissante de polluants dans les échantillons environnementaux et alimentaires.
FLUX DE TRAVAIL EPREP
- Standards d’étalonnage instrument, 50, 100, 150, 200, 250 ppb (flacon 1,5 mL) Std pesticide [x1]
- Ajouter réactif : 300 μL d’IPA
- Dispersion en série : Début = 50, incrément = 50 (50, 100, 150, 200 et 250 μL) de Std pesticide 200 ppb
- Compléter le volume : 1000 μL IPA
- Standards d’étalonnage μSPEed, 50, 100, 150, 200, 250 ppb (flacon 1,5 mL) Std pesticide [x2]
- Ajouter réactif : 300 μL d’eau
- Dispersion en série : Début = 50, incrément = 50 (50, 100, 150, 200 et 250 μL) de Std pesticide 200 ppb
- Compléter le volume : 1000 μL eau
- Eau pure enrichie [x2]
- Réactif : 300 μL d’eau pure
- Ajouter réactif : 125 μL de Std pesticide 200 ppb
- Compléter le volume : 1000 μL eau pure
- Eau de rivière enrichie [x3]
- Réactif : 300 μL d’eau de rivière
- Ajouter réactif : 125 μL de Std pesticide 200 ppb
- Compléter le volume : 1000 μL eau de rivière
- μSPEed
- Activer : 2 x 200 μL IPA
- Conditionner : 1 x 100 μL eau pure
- Charger : X x 500 μL standards, échantillons
- Laver : 100 μL eau
- Éluer : 100 μL IPA
REMERCIEMENTS
Matthew Diplock, Prof Philip Doble, Université de Technologie, Sydney – École des sciences mathématiques et physiques, Faculté des sciences.
RÉFÉRENCE
USEPA, EPA. "METHOD 3500C ORGANIC EXTRACTION AND SAMPLE PREPARATION." Environmental Protection Agency, USA (2007).
USEPA, EPA. "EPA Method 3535A (SW-846): Solid-Phase Extraction" Environmental Protection Agency, USA (2007).
USEPA, EPA. "Method 8081B. Organochlorine pesticides by gas chromatography." Environmental Protection Agency, USA (2007).
Cartouches μSPEed (avec vanne)
Cartouches SPEmx (sans vanne)
